КОНСЕРВИРОВАНИЕ ОРГАНОВ И ТКАНЕЙ

КОНСЕРВИРОВАНИЕ ОРГАНОВ И ТКАНЕЙ (лат. conservare хранить, сохранять) — методы воздействия на изолированную от целостного организма часть (ткань, орган, конечность, комплекс органов) физическими, химическими и биологическими факторами, позволяющими сохранить ее жизнеспособность и полноценную функцию в течение значительного времени существования вне организма; используется с заместительной целью при восстановительных операциях.

К. о. и т. является вспомогательным мероприятием и этапом трансплантации органов и тканей (см. Трансплантация). Впервые консервирование целого органа (сердца) осуществил А. Вюльпиан в 1852 г., подшивание консервированного органа (крысиного хвоста) — Бер (P. Bert, 1882), успешную пересадку консервированных кровеносных сосудов в эксперименте — А. Каррель (1908). В клинике наиболее широко консервирование тканей (роговица) было использовано В. П. Филатовым (1934). К. о. и т. широко распространено в хирургических учреждениях, занимающихся трансплантацией органов и тканей.

Прекращение доставки кислорода и питательных веществ, наступающее после остановки кровообращения, по-разному действует на различные органы: одни быстро погибают, другие — продолжают оставаться жизнеспособными. Органы и ткани, сохраняющие функц, способность в течение определенного времени после их изоляции от целостного организма, называются перепаивающими органами и тканями.

Напр., после прекращения кровообращения мозг погибает через 5— 6 мин., печень через 20—30 мин., почки через 40—60 мин., сердце через 60 мин., а конечность может оставаться жизнеспособной в этих условиях в течение 4—6 час. Клетки организма обладают нек-рым запасом питательных веществ, но не имеют запасов кислорода, поэтому в нарушении их жизнедеятельности первостепенную роль играет аноксия. В отсутствие кислорода энергетические потребности клеток покрываются за счет бескислородного расщепления глюкозы, что приводит к накоплению недоокисленных продуктов (молочной к-ты и др.) и закислению внутренней среды ткани или органа (см. Ацидоз). При ацидозе повреждаются клеточные мембраны, нарушаются внутриклеточные структуры, освобождаются ферменты, вызывающие самопереваривание клеточных структур (см. Аутолиз), что приводит к гибели ткани или органа.

Для уменьшения повреждений в изолированных тканях и органах применяют два вида воздействия: заместительное консервирование (искусственное поддержание обмена веществ путем доставки кислорода и питательных веществ) или консервирование, подавляющее обмен веществ (искусственное снижение уровня обменных процессов, а следовательно, и потребности в кислороде, питательных веществах и т. д.). При К. о. и т. иногда используют сочетание обоих видов воздействия.

Органы и ткани в зависимости от их роли в организме условно разделяют на две группы: гомовитальные и гомостатические. Гомовитальные трансплантаты должны сохранять двигательную или секреторную активность, а также способность клеточных элементов к размножению, т. е. должны быть жизнедеятельными. Гомостатические трансплантаты выполняют опорную или покровную функцию, и сохранение жизнедеятельности их клеток не обязательно. Поэтому требования к кон-сервированию различных трансплантатов разные. Естественно, что консервирование гомовитальных трансплантатов должно быть более физиологичным, чем гомостатических.

К. о. и т., как правило, не оказывает существенного влияния на ослабление иммунол, несовместимости сохраняемого органа или ткани, поскольку несовместимость определяется в конечном счете различием наследственных (генетических) признаков (см. Несовместимость иммунологическая). Однако оно позволяет располагать временем от момента получения трансплантата до пересадки, за к-рое можно произвести подбор наиболее совместимого реципиента, что увеличивает вероятность благоприятного исхода трансплантации. В отдельных случаях при консервировании гомостатических трансплантатов (кожа, сердечные клапаны) в р-рах альдегидов (формальдегид, глутаральдегид) отмечено снижение проявлений иммунол, несовместимости за счет уменьшения в трансплантатах количества водорастворимых белков и эффекта «маскировки», наступающего в результате хим. связи альдегида с белковыми компонентами тканей.

Отделения К. о. и т. или учреждения, располагающие запасом консервированных трансплантатов (органов и тканей), типированных по иммунол, факторам совместимости, и производящие обмен ими с другими леч. учреждениями как внутри страны, так и за ее пределами, называются банками тканей и органов.

Консервирование позволяет заготовлять органы и ткани, создавать запасы трансплантатов в банке тканей для использования их по мере необходимости, производить обмен трансплантатами между различными мед. учреждениями, подбирая наиболее подходящие по иммунол, совместимости для реципиента, находящегося иногда за многие сотни километров от места получения трансплантата. Консервируют такие органы, как сердце, кровеносные сосуды, легкие, трахею, печень, почки, железы внутренней секреции, кишечник, конечности, зубы, костный мозг, суставы и ткани — кровь, кожу, кость, хрящ, фасции, роговицу, склеру, плевру, перикард, брюшину, сердечные клапаны, нервы, сухожилия, мышцы, стенку мочевого пузыря, уретру, твердую мозговую оболочку.

Заготовка трансплантатов осуществляется в суд.-мед. моргах или других мед. учреждениях от погибших людей, а также от животных на скотобойнях или мясокомбинатах. Изъятие органов производят в первые 20—30 мин. после констатации смерти донора, а тканей — в первые 2 — 24 часа. Существуют два способа заготовки трансплантатов: 1) в условиях строгой асептики (см.); 2) без строгого соблюдения правил асептики. Наиболее распространен способ заготовки в условиях строгой асептики. При этом все манипуляции осуществляются в специальной операционной с использованием стерильного инструментария и белья. При заготовке опорных и покровных тканей иногда применяют второй способ. При этом трансплантаты после заготовки стерилизуют р-рами антисептиков, антибиотиков или подвергают гамма-облучению.

Способы консервирования органов и тканей зависят от вида воздействия на трансплантат.

1. Заместительное консервирование: 1) биологическая перфузия; 2) нормотермическая аппаратная перфузия.

2. Консервирование, подавляющее обмен веществ: 1) охлаждение до температуры, близкой к 0 градусов, в жидких солевых средах или в других жидкостях без питательных веществ: а) гипотермическая перфузия, б) проточный метод, в) бесперфузионный метод; 2) охлаждение в твердых средах до температуры, близкой к 0°; 3) замораживание при температуре ниже 0°: а) при температуре от 1 до —50°, б) при температуре от —51 до —100°, в) при температуре от —101 до —273°, г) замораживание с высушиванием (см. Лиофилизация).

3. Комбинированное (заместительное и подавляющее обмен веществ) консервирование: 1) гипотермическая перфузия плазмозамещающими р-рами; 2) гипотермия в сочетании с гипербарической оксигенацией (см.); 3) сочетание гипотермии, гипербарической оксигенации и перфузии; 4) бесперфузионное охлаждение до температуры, близкой к 0°, в жидких средах, содержащих кровь, плазму, сахара, АТФ и др.

Заместительное консервирование

Биол, перфузия — применение в эксперименте В. П. Демиховым (1963, 1970) изолированного сердечно-легочного препарата или сердечно-висцерального комплекса для сохранения входящих в них органов, а также экстракорпоральное подключение органов к сосудам реципиента или промежуточного донора — является разновидностью этого способа К. о. и т. Биол, перфузия отличается от обычного кровоснабжения органа лишь тем, что трансплантат находится вне организма; при этом необходимы стерильные термостатические камеры для сохраняемых органов и дыхательный аппарат для вентиляции легких в сердечно-легочном препарате. При использовании сердечно-легочного препарата без замены крови сердце сокращается не более 2—2,5 час., а в случае периодической замены циркулирующей крови — 5—8 час. Лавендеру (Lavender) с соавт. (1966, 1968) при экстракорпоральном подключении почки к больному в отдельных случаях удавалось поддерживать ее жизнеспособность до 25 дней. Использование сердечно-легочного препарата для К. о. и т. пока не нашло применения в клинике ввиду сложностей морально-этического и правового характера, связанных с изъятием комплекса органов из трупа и их «оживлением». Кроме того, возникают трудности в управлении дыханием, кровообращением и в поддержании постоянства внутренней среды. Экстракорпоральное подключение органов также пока имеет ограниченное применение ввиду организационных трудностей. К тому же пребывание у промежуточного донора может усилить иммунол, несовместимость консервированного органа за счет антигенов, адсорбируемых органом при консервировании.

Нормотермическая аппаратная перфузия отличается от предыдущего вида консервирования тем, что циркуляция крови в изолированном органе осуществляется с помощью аппарата искусственного кровообращения (см.). В качестве примера можно сослаться на широко известный случай перфузии изолированной головы собаки с помощью автожектора конструкции С. С. Брюхо-ненко (1930). При этом способе удается сохранить жизнеспособность сердца и печени в течение 3—6 час., почки — до 3,5 сут. Трудности в поддержании постоянного состава перфузионной крови, постепенное накопление в крови конечных продуктов обмена, разрушение эритроцитов в аппарате искусственного кровообращения являются недостатками этого метода консервирования.

Подавляющее обмен веществ консервирование

Подавляющее обмен веществ консервирование включает наиболее обширную группу методов, основанных гл. обр. на защитном действии охлаждения или замораживания. Вариантами являются способы К. о. и т. охлаждением в жидких солевых средах до температуры, близкой к 0°. Гипотермическая перфузия солевыми р-рами по результатам несколько уступает гипотермической перфузии с белковосодержащими р-рами из-за наступления более выраженного отека органа, однако позволяет сохранять почки до 24 час. Проточный метод отличается от гипотермической перфузии тем, что циркуляция жидкости осуществляется не через кровяное русло, а происходит ' обмывание трансплантата снаружи в расчете на диффузионные процессы через ткани; этот метод консервирования является промежуточным между перфузионным и бесперфузионным методами. Проточный метод применяют для К. о. и т. и эндокринных желез. Установка монтируется в бытовом холодильнике и настраивается на протекание нескольких капель жидкости в минуту. Сроки консервирования этим методом от 1 до 4 нед.

Схема контейнера для консервирования и транспортировки органов и тканей: 1 — ручка контейнера; 2 — термоизолирующая прокладка корпуса контейнера; 3 — крышка герметичной камеры для содержания органа в консерванте; 4 — корпус герметичной камеры; 5 — двухстенный корпус контейнера; 6 — орган (почка) в консервирующем растворе; 7 — куски льда.

Бесперфузионное охлаждение в жидких средах до температуры, близкой к 0°, благодаря своей простоте и доступности имеет довольно широкое применение при К. о. и т. Для увеличения времени консервирования почки обмен веществ в ней подавляют, кроме снижения температуры, также другими воздействиями: используют умеренно гиперосмотичные р-ры, вызывающие торможение диффузионных процессов; применяют гиперкалиевые р-ры, искусственно выравнивающие трансмембранные ионные градиенты и экономящие энергию, затрачиваемую на работу клеточных «насосов»; добавляют в состав отмывочных р-ров вещества с антиоксидантными свойствами (гамма-оксимасляную к-ту и др.). При консервировании бесперфузионным методом удаленные почки отмывают охлажденным р-ром под давлением 60—80 мм рт. ст. через артерию до появления из вены чистой оттекающей жидкости. На отмывку одной почки требуется 600— 1000 мл перфузата, длительность отмывки 2—5 мин. Отмывочный р-р представляет собой либо изотонический р-р хлорида натрия с добавлением 0,5—1 мл гепарина и 5—10 мл 10% р-ра новокаина на 1000 мл жидкости, либо специальный консервирующий р-р (гиперосмотичный, гиперкалиевый, с антиоксидантами). После отмывки почки помещают в двухстенный контейнер (рис.), где поддерживается температура от 0 до 2°, и доставляют в клинику по месту нахождения реципиента. Почки при этом сохраняются до 18—22 час.

Для К. о. и т. бесперфузионным охлаждением в жидких средах используют большое число различных жидкостей: простые хим. среды (изотонический и гипертонический р-ры хлорида натрия, жидкость Тирода, р-р Рингера—Локка, водные р-ры бриллиантового зеленого, слабые р-ры карболовой к-ты, р-ры хлорамина, мертиолата, циалита, диоцида, бетапропиолактона, фурацилина, формальдегида, глутаральдегида, этилового спирта, синтетический каучук СКТН); сложные хим. среды (р-р Ханкса, р-р Л-6 с цитратом натрия, трифлавином и т. д., буферный физиол, р-р с антибиотиками, глюкозо-цитратно-пенициллиновый р-р, холодоустойчивые среды Белякова — 4-е, 31-е, 31-ж, 32-е, р-р ФС с лимонной к-той и риванолом, р-р ЦОЛИПК, р-р с лактатом натрия, р-р Федотенкова, среда Берингера с антигистаминными препаратами, р-ры ЛКГ-1 и Л К Г-2 с желатиной и гепарином, р-р «Желатиноль» и т. д.). Консервирование тканей бесперфузионным охлаждением в жидких средах осуществляется в бытовом холодильнике в обычной стеклянной посуде. Трансплантаты, консервированные по этому способу, могут храниться от 1 нед. до нескольких месяцев. Отдельные способы К. о. и т. (0.1—0,2% р-ры формальдегида) позволяют сохранить ткани до 3 лет. Столь продолжительные сроки консервирования при использовании р-ров с формальдегидом объясняются хим. связью гидратированного формальдегида с ферментами, к-рая приводит к блокировке их активности и т. о. приостанавливает процесс а утоли за. К недостаткам К. о. и т. в жидких средах относят необходимость периодической замены консервирующих р-ров, неудобство транспортировки ввиду хрупкости тары.

Этих недостатков лишен способ консервирования в твердых средах. Стерильные тканевые трансплантаты (преимущественно костную ткань) заливают легкоплавкими фракциями парафина (используют парафин с хим. формулой C20H42 до C23H48, с tпл 42°). Парафин гидрофобен, не проникает в ткани трансплантата, не оказывает на него вредного влияния. С топ же целью применяют и высокополимерные смолы. Продолжительность сохранности тканей в твердых средах от 2 нед. до 6 мес.

Замораживание нашло применение в основном для консервирования тканей. Условно различают три режима замораживания: медленное (от — 1 до —50°), быстрое (от —51 до —100°) и сверхбыстрое (от —101 до —273°). При медленном замораживании из-за образования небольшого числа центров кристаллизации в тканях появляются крупные кристаллы льда, которые повреждают тканевые структуры, при этом сохраняется активность некоторых ферментов, а значит, процесс аутолиза хоть и медленно, но продолжается. При быстром замораживании в сжиженных газах (ацетилен, аммиак, протан, сероводород, этилен и др.) в тканях образуются мелкие кристаллы, приостанавливают свою деятельность ферменты и катализаторы. Сверхбыстрое замораживание в сжиженных газах (кислород, азот и т. д.) приводит к витрификации (остекленению) тканевой воды и к максимальной сохранности биол, структур. Замораживание для консервирования органов (за исключением костного мозга) не применяют, т. к. кристаллы льда повреждают внутренние структуры гомовитальных трансплантатов, а осуществить сверхбыстрое замораживание целого органа не удается ввиду трудности получения одновременного равномерного охлаждения массивного трансплантата. При консервировании костной ткани используют преимущественно режим от —25 до —35° как наиболее экономичный. Сроки хранения при этом — от нескольких месяцев до 1,5 лет. К. о. и т. замораживанием осуществляют в основном в крупных мед. учреждениях, т. к. для этого требуются специальные холодильные установки, вспомогательное оборудование и сжиженные газы.

Разновидностью консервирования замораживанием является лиофилизация (см.). Процесс высушивания осуществляется из замороженного состояния при разрежении 0,0015 атм в течение 24 час. Высушенные трансплантаты (кожа, кости, артерии), запаянные в стеклянные сосуды, могут сохраняться при комнатной температуре. Использование этого метода требует, кроме холодильных установок, наличия аппаратуры для создания вакуума и запаивания трансплантатов; метод также не позволяет сохранять массивные костные трансплантаты, т. к. их высушивание и запаивание представляет большие технические трудности. В силу этого лиофилизации имеет ограниченное применение для консервирования тканей.

Комбинированные методы консервирования

Комбинированные методы консервирования получили более широкое применение для сохранения органов. Они основаны на сочетании заместительного и подавляющего обмен веществ действий. Снижение уровня обмена веществ при этих методах осуществляется охлаждением или использованием фармакол, средств. Теоретической предпосылкой использования охлаждения для сохранения органов и тканей в изолированном состоянии является феномен Вант-Гоффа, согласно к-рому снижение температуры на 10° уменьшает потребность ткани в кислороде вдвое, а при t° 2—4° кислородная потребность составляет 4 — 5% от исходного уровня. Один из видов комбинированного способа К. о. и т.— гипотермическая перфузия; она проводится специальными аппаратами с использованием разведенной крови, оксигенированной плазмы или сыворотки, смесью плазмы или сыворотки с р-рами Ханкса или Рингера (1 : 4). Этот способ позволяет сохранять почки при t° 10° до 48 час., а в отдельных случаях до 5 сут.

При гипотермии в сочетании с гипербарической оксигенацией (повышенное давление кислорода до 4—5 атм) заместительную роль играет избыток кислорода, который проникает в ткани и вызывает окисление недоокисленных продуктов обмена; охлаждение же в свою очередь снижает уровень обмена веществ. Для этого метода необходима специальная холодильная камера, способная выдержать повышенное давление, баллоны с кислородом, регуляторы: давления и температуры. Продолжительность консервирования этим способом составляет для почки 24—48 час., для сердца 12—24 часа. Подобные же результаты дает сочетание гипотермии, гипербарической оксигенации и перфузии. Ввиду сложности и отсутствия ощутимых преимуществ перед гипотермической перфузией методы, включающие гипербарическую оксигенацию, не получили широкого распространения.

Разновидностью комбинированного способа можно считать также бесперфузионное охлаждение в жидких средах до температуры, близкой к 0°, в присутствии питательных веществ. Для этого применяют биол, среды (кровь или плазму донора, кровь или плазму реципиента, асцитическую жидкость, эмбриональный экстракт), пищевые продукты (р-ры глюкозы, пчелиный мед, кипяченое молоко, рыбий жир, яичный желток или белой), синтетические среды (среда 199— сахара, витамины, пурины, пиримидины, АТФ и т. д.; солевые р-ры с сывороткой). Вышеперечисленные способы применяются в основном для сохранения тканей и не имеют существенных преимуществ перед К. о. и т. в р-рах без добавления питательных веществ.

Стерилизация. Обеспечение стерильности в процессе К. о. и т. достигается строгим соблюдением правил асептики на всех этапах хранения (стерильная посуда, аппаратура, р-ры и т. д.), а также обработкой в процессе хранения и перед трансплантацией антисептиками (формальдегид, глутаральдегид, бетапропиолактон, окись этилена, спирт, фурацилин, риванол и др.) или антибиотиками (пенициллин, стрептомицин, тетрациклин, мономицин, хлороцид и др.). Для контроля стерильности в процессе хранения и перед трансплантацией производятся посевы кусочков трансплантатов на питательную среду для бактериол, исследования.

Контроль годности консервированных органов и тканей осуществляется различными методами. Условия К. о. и т. сначала отрабатываются в эксперименте на животных и лишь затем внедряются в клин, практику. На обоих этапах — экспериментальном и клиническом — проводятся разнообразные исследования: морфологические (обычная и электронная микроскопия, витальное и суправитальное окрашивание, люминесцентная микроскопия, авторадиография, гистохим, исследование ферментов); Электрофизиологические (определение электропроводности, электрического сопротивления); биохимические (изучение активности тканевого дыхания с помощью аппарата Варбурга или полярографа, состояния активности ферментов анаэробного гликолиза, включение в обмен изотопов, изучение синтеза ДНК, определение активности дегидрогеназы с помощью солей тетразоля и др.); исследования культуры тканей в питательной среде; исследование специфической функции органов при восстановлении кровообращения (для почки — выделение мочи, регуляция электролитного состояния крови, выделение индигокармина; для печени — желчеобразование, синтез гликогена и мочевины; для конечности — сохранность электро-возбудимости мышц и т. д.); исследование функц, способности органа путем контроля за сроками выживания животных-реципиентов. Функц, методы контроля годности являются наиболее достоверными и имеют главное значение для проверки гомовитальных трансплантатов. Морфол., электрофизиол, и биохим, исследования носят вспомогательный характер, т. к. результаты, полученные при их использовании, отражают частные стороны проявления жизнедеятельности.

Обобщенные сведения по характеристике основных методов К. о. и т. приведены в таблице.

Консервирование костного мозга

Способы консервирования

Для консервирования костного мозга используют два способа: хранение в жидких средах при положительных температурах (2—5°), чем достигается снижение интенсивности обменных процессов в клетках; замораживание и хранение костного мозга при низких и ультранизких температурах ( — 70, —196°), что приводит к значительному снижению или полному подавлению обменных процессов.

Консервирование в жидких средах при положительных температурах. Известно, что морфол, полноценность и функц, активность клеток костного мозга сохраняются в солевых р-рах при t° 2—5° в течение 2 сут., а в средах для культуры тканей — 5 сут. В Советском Союзе наибольшее применение в клин, практике получили консервирующие р-ры, разработанные в ЦОЛИПК А. Г. Федотенковым и соавт. (1962) и в ЛИПКТ. К. Мамышевой (1965), основу которых составляют углеводы, белковые компоненты и антикоагулирующие вещества (трехзамещенный цитрат натрия, ЭДТА Na2), необходимые для поддержания обменных процессов в клетках, для создания нормальных осмотических условий и предотвращения явлении свертывания.

Консервирующий раствор ЦОЛИПК № 3 состоит из двух смесей: смеси № 1 (сахароза — 4,3 г, глюкоза — 0,4 г, ЭДТА Na2 — 0.1 г, вода бидистиллированная — до 50 мл) и смеси № 2 (натрий лимоннокислый трехзамещенный — 1 г, 10% р-р желатины, приготовленной согласно ГФ IX,— 25 мл, вода бидистиллированная — до 50 мл). Смеси № 1 и 2, разлитые во флаконы для взятия крови, стерилизуют раздельно в автоклаве 30 мин. при давлении 1,2 атм. Перед применением смеси сливают закрытым способом с соблюдением правил асептики. На 100 мл костного мозга берется 100 мл консервирующего р-ра (соотношение 1 : 1).

Консервирующий р-р ЛИП К содержит 3 г нейтрального цитрата, 3,2 г сахарозы, 25 мл 10% р-ра желатины, 0,89% р-ра NaCl до 100 мл. Р-р стерилизуют в автоклаве 30 мин. при давлении 1,2 атм. Соотношение костного мозга и консервирующего р-ра 1:1. Костный мозг, заготовленный на вышеуказанных р-рах, сохраняет морфол, полноценность и функц, активность миелокариоцитов при t° 2—5° в течение 5 сут. Перед применением костный мозг, консервированный в одном из р-ров, выдерживают один час при комнатной температуре для разжижения желатины, входящей в состав р-ра. С удлинением сроков хранения костного мозга уменьшается число его ядросодержащих элементов и нарастает число дистрофических клеток. Наименее устойчивыми являются Мегакариоциты, сегментоядерные нейтрофилы, затем недифференцированные клетки и незрелые элементы гранулоцитарного ряда. Наиболее устойчивы лимфоциты и ядерные элементы эритропоэза. Стволовые гемопоэтические клетки являются неустойчивыми в процессе консервирования. Исследования жизнеспособности стволовых клеток костного мозга с применением метода клонирования кроветворной ткани, проведенные Тиллом, Мак-Каллаком (J. Е. Till, E. A. McCulloch, 1961), показали, что лучше всего они сохраняются (80—70%) в течение суток при t° 2—5° в среде № 199 и р-рах Ханкса и ЦОЛИПК № 3. Стерильность костного мозга достигается в условиях строжайшего соблюдения асептики (операционная, обеспложивание воздуха операционной, специальная одежда для донора и персонала). Взятие костного мозга у доноров осуществляется при помощи шприца и иглы Кассирского путем множественных пункций подвздошных костей и грудины (см. Стернальная пункция, Трепанобиопсия). От трупов заготовка костного мозга производится путем аспирации его в закрытую систему или вымыванием с помощью перфузии консервирующих р-ров. Заготовка костного мозга от трупов, находящихся при комнатной температуре, должна производиться в сроки, не превышающие 5—6 час. с момента смерти. Для заготовки, хранения, транспортировки и трансплантации костного мозга используют стандартные стеклянные флаконы на 250—500 мл и пластмассовые мешки. Флаконы с костным мозгом укупоривают резиновой пробкой и металлическим колпачком, который завальцовывается вокруг горлышка. Пластмассовые мешки обеспечивают лучшую герметизацию, т. к. выводные трубки запаиваются.

Консервирование при отрицательных температурах

В результате исследований, направленных на изыскание методов длительного консервирования костного мозга, ученым разных стран в 50-х гг. 20 в. удалось найти способы защиты клеток мозга от разрушения с помощью ограждающих веществ, подбора соответствующих скоростей охлаждения и отогрева и выявить условия хранения. Известны 2 группы веществ, обладающих свойствами защиты клеток костного мозга при замораживании. Первая группа включает вещества, проникающие в клетку и обладающие интрацеллюлярным действием (глицерин, диметилсульфоксид, глюкоза и др.), вторая группа — вещества, не проникающие в клетку и обладающие экстрацеллюлярным действием (поливинилпирролидон, полиэтиленоксид, декстран, гидроксиэтилкрахмал, желатина, альбумин, сахароза и др.). При замораживании костного мозга человека наиболее ценными оказались 15% р-р глицерина и 8 —10% р-р поливинилпирролидона. Защитное действие глицерина основано на свойстве проникать в клетку, формировать прочные связи с водой, благодаря чему снижается процент замерзающей воды и степень концентрации солей в клетке. Добавление его способствует переохлаждению тканей и оказывает влияние на внутри- и внеклеточную кристаллизацию, замедляя рост кристаллов льда. Поливинилпирролидон в клетку не проникает. Он обволакивает клетку, предотвращая ее обезвоживание, образует связи с аминокислотными остатками белков, молекулами воды и электролитами, понижая их концентрацию во внеклеточной среде. Исследования по изучению влияния режимов замораживания и скоростей охлаждения костного мозга на отдельных этапах показали, что весь процесс замораживания костного мозга до t° —196° можно разделить на 3 периода: первый период — это время, в течение к-рого происходит охлаждение костного мозга с 15% глицерином и 10% сывороткой от исходной температуры до начала кристаллизации со скоростью, не превышающей 3° в 1 мин.; второй период — кристаллизация костного мозга в течение не более 1,5 мин.; третий (кристаллизация закончена) — наступает окончательное замерзание биопродукта со скоростью 15—30° в 1 мин. при температуре от —11 до —40°, со скоростью 5° в 1 мин. при температуре от —40 до —196°. Медленное замораживание костного мозга с 15% глицерином неблагоприятно сказывается на эритроцитах. Гемолиз может быть предотвращен путем максимального удаления эритроцитов из костного мозга, что достигается осаждением их с помощью присутствующей в р-ре ЦОЛИПК № 3 желатины. Флакон, содержащий костномозговые клетки, центрифугируют в течение 15 мин. при 1200 об/мин. Большую часть надосадочной слоя удаляют, оставляя во флаконе 100 мл взвеси. Осевшие на дне флакона клетки костного мозга осторожно ресуспендируют перемешиванием. Далее к этому объему костномозговой взвеси добавляют равный объем надосадочной жидкости, содержащей 30% р-р глицерина и 20% сыворотки крови группы АВ (IV). Затем взвесь клеток костного мозга разливают через систему для переливания крови (с фильтром) по 100 мл в стандартные алюминиевые контейнеры емкостью 160 мл. Экспозиция костного мозга с 15% глицерином до замораживания должна быть 30 мин. Замораживание костного мозга производится по трехэтапной программе: на первом этапе (t° от 10 до —17°) камера программного замораживания «КВ 1501И О» охлаждается со скоростью 1° в 1 мин., на втором этапе (t° от —17 до —120°) в течение 3 мин. производится максимальная подача паров жидкого азота в камеру; на третьем этапе (t° от —120 до —196°) скорость охлаждения камеры составляет 10° в 1 мин. Трехэтапная программа замораживания воспроизводится с помощью специального диска. Она обеспечивает сохранение 90—85% миелокариоцитов и ок. 70% родоначальных гемопоэтических клеток. Метод замораживания костного мозга с 15% глицерином и 10% сывороткой обеспечивает наилучшую сохранность стволовых гемопоэтических клеток, однако отмывание ограждающего вещества от костного мозга является недостатком этого метода.

При замораживании костного мозга поливинилпирролидоном используется ограждающий р-р Киевского ин-та переливания крови, содержащий 18 г поливинилпирролидона, 10 г глюкозы, 4 г лактозы, 1500 ед. гепарина, 0,015 г левомицетина, до 100 мл бидистиллированной воды; соотношение костного мозга и ограждающего р-ра 1:1. Замораживание костного мозга производится на первом этапе (t° от 0 до —18°) со скоростью 1° в 1 мин., на втором (t° от —18 до —80°) со скоростью 10° в 1 мин., после чего контейнеры с костным мозгом погружают в жидкий азот.

После размораживания остаются морфологически сохранными 90— 86 % миелокариоцитов.

Длительное хранение при ультранизких температурах. Установлено, что костный мозг доноров после 1—5 лет хранения при t° —196° содержит 85—80% сохранных клеток, т. е. почти столько же, сколько при хранении в жидком азоте в течение 1 дня, 1, 3, 6 мес. Данные электронно-микроскопического анализа свидетельствуют о том, что клеточные элементы костного мозга, хранившиеся в жидком азоте в течение 1 дня, 6 мес. и 2,5 лет, в подавляющем большинстве не претерпевают каких-либо субмикроскопических изменений. Для определения биол, полноценности замороженных костномозговых клеток используют методы in vivo. Так, клонирование кроветворной ткани в селезенке мышей имбредных линий, облученных летальными дозами, показало, что костный мозг, замороженный с 15% глицерином и сохранившийся в течение 5 лет при t° —196°, содержит более 50% стволовых гемопоэтических клеток. Клин, исследования представляют убедительные доказательства эффективности трансплантаций аутологичного костного мозга, хранившегося при t° —196° с глицерином, поливинилпирролидоном или полиэтиленоксидом в течение длительного времени.

Замораживание с помощью низких температур

Установлено, что наилучшие результаты замораживания костного мозга с 15% глицерином и 10% сывороткой получены при сочетании разнотемпературных электрохолодильников. С этой целью контейнер с костным мозгом вначале помещают в холодильник с t° —20° для охлаждения до t° —9° (т. е. до периода кристаллизации), затем быстро переносят в холодильник с t° —70° и оставляют в нем на хранение. При этом режиме замораживания в первом периоде костный мозг охлаждается со скоростью 2—1V20 в 1 мин., продолжительность зоны кристаллизации составляет 3 мин., скорость замораживания костного мозга в третьем периоде (посткристаллизационном) составляет 5—3—1° в 1 мин. Замораживание костного мозга с применением такого режима обеспечивает сохранение в среднем 89% ядросодержащих клеток и 57% стволовых гемопоэтических клеток. Сохранение стволовых клеток в жизнеспособном состоянии при t° —70° обеспечивается в течение 1,5 мес.

Подготовка костного мозга к трансплантации

Значительное влияние на сохранность костномозговых клеток оказывают условия оттаивания замороженного костного мозга. Оптимальным считается быстрое оттаивание костного мозга от —196 до 2° в водяной бане при t° 40—41° за 40—50 сек. Медленное размораживание костного мозга при комнатной температуре (30 мин.) или в холодильнике при t° 4—5° (240 мин.) дает низкую сохранность костномозговых клеток, и в частности стволовых. Оттаянную костномозговую взвесь перед трансплантацией закрытым способом (через систему) переводят из алюминиевого контейнера в стеклянные флаконы емкостью 500 мл. К 100 мл оттаянной костномозговой взвеси добавляют 50 мл охлажденного до t° 2—5° глюкозосахарозного р-ра № 1 (глюкозы — 24,3 г, ЭДТА Na2 — 0,05 г, 8% р-ра сахарозы — до 50 мл). Содержимое флакона перемешивают осторожным покачиванием. Затем дважды добавляют по 150 мл охлажденного до 2—5° р-ра № 2 (сахарозы — 24 г, ЭДТА Na2 — 0,3 г, воды бидистиллированной — до 300 мл) и взвесь перемешивают. После этого флаконы центрифугируют в течение 15 мин. при 1200 об/мин при t° 5°. Большую часть надосадочной жидкости (300—350 мл) удаляют. Осевшие на дно флакона клетки ресуспендируют перемешиванием. Полученную взвесь в объеме 100—150 мл фильтруют через систему для переливания крови во флакон емкостью 250 мл, который герметически укупоривают. Флакон с костным мозгом маркируют, а затем передают для трансплантации. После оттаивания костного мозга и снижения концентрации глицерина до 3,3% с помощью глюкозосахарозных р-ров количество сохранных миелокариоцитов не изменяется в первые 4 часа хранения при t° 2—5°. Через 20—24 часа количество сохранных клеток уменьшается на 1 —17%.

Транспортировка

Размороженный и подготовленный для трансплантации костный мозг может транспортироваться в течение 8 час. по железной дороге, автомашиной, самолетом в изотермических ящиках для крови, поддерживающих t° 2—5°.

Хранение костного мозга осуществляют в банках двух типов. Крупные банки создаются при некоторых ин-тах и на станциях переливания крови; в них должен находиться на хранении аутологичный костный мозг больных и костный мозг доноров, типированный но антигенам гистосовместимости. Банки такого типа должны базироваться на аппаратуре, использующей жидкий азот для замораживания и долгосрочного хранения костного мозга. Для этих целей целесообразно использовать аппараты программного замораживания ФТИНТ АН УССР и Ин-та кибернетики АН Грузинской ССР, а также сосуды на 250 и 500 л жидкого азота, в каждый из которых может вмещаться 260—520 контейнеров с костным мозгом, емкостью на 160 мл каждый. Второй тип — небольшие банки при некоторых леч. учреждениях (от < i ин-ты и диспансеры, б-цы) и стат о i !\ переливания крови. Они предназначены для консервирования на непродолжительные сроки (1 — 2 мес.) гл. обр. костного мозга больных. к-рым после применения повышенных доз цитостатических средств или лучевой терапии потребуется трансплантация аутологичного костного мозга. Для этой цели целесообразно использовать сочетание электрорефрижераторов с t° —20 и —70° (—80, —90°).

Методы оценки жизнеспособности консервированного костного мозга

Для оценки используют методы прижизненной окраски суправитальными красителями (1% водный р-р эозина, 0,1% р-р трипанового синего) с подсчетом общего числа ядросодержащих клеток костного мозга в камере Горяева. Для полной и многосторонней оценки жизнеспособности костного мозга применяют морфол., функц, и биохим, методы исследования, характеризующие биол, полноценность миелокариоцитов в процессе консервации: изучение клеток в окрашенных мазках, электронная микроскопия, авторадиография, цитол. метод выявления хромосом — маркеров (ТбТ6), использование различий полового хроматина мужских и женских гранулоцитов, изучение фагоцитарной и дыхательной активности клеток костного мозга. Сохранность стволовых гемопоэтических клеток оценивается методом клонирования кроветворной ткани в селезенке смертельно облученных мышей с идентификацией селезеночных колоний гистол, исследованиями и методом определения коммитированных стволовых клеток в культуре на полутвердом агаре.

Контроль качества консервированного костного мозга осуществляется перед выдачей его для целей трансплантации. При этом каждый флакон с костным мозгом просматривается врачом-специалистом. Основные признаки непригодности костного мозга: нарушение герметичности в укупорке флакона, наличие гемолиза св. 100 мг%, бактериальное загрязнение, наличие значительных сгустков, низкая сохранность миелокариоцитов (менее 50%). На бактериальное загрязнение костного мозга указывают такие признаки, как помутнение надосадочного слоя, появление пленки, налета, выделение газа. Оценка годности посмертного костного мозга производится по тем же признакам, что и оценка костного мозга доноров. Однако решающее значение имеют еще и результаты патологоанатомического вскрытия трупа и исследования крови на сифилис и инф. гепатит.


Таблица. Основные методы консервирования отдельных органов и тканей и их клинико-экспериментальное значение

Обозначения: + метод применяется в эксперименте и клинике; ++ метод используется в клинике в единичных случаях (в основном, за рубежом); — метод применяется только в эксперименте.

Орган или ткань (приведены по частоте применения в практике)

Основные методы консервирования

Клинико-экспериментальное значение

Почка

Перфузия на сосудах промежуточного донора

+

Нормотермическая аппаратная перфузия

+

Гипотермическая перфузия

+

Гипотермическая перфузия, гипербарическая оксигенация

+

Бесперфузионная гипотермия

+

Печень

Гипотермическая перфузия

++

Гипотермия, гипербарическая оксигенация

Сердце

Сердечно-легочный препарат

Нормотермическая перфузия

Гипотермическая перфузия

++

Гипотермическая перфузия, гипербарическая оксигенация

Бесперфузионная гипотермия

++

Легкие

Сердечно-легочный препарат

Бесперфузионная гипотермия

++

Поджелудочная железа

Гипотермическая перфузия

++

Гипотермическая перфузия, гипербарическая оксигенация

Гонады

Гипотермическая перфузия

+

Бесперфузионная гипотермия

+

Конечности

Гипотермическая перфузия

+

Кости

Гипотермия в жидких средах

+

Гипотермия в твердых средах

+

Замораживание

+

Лиофилизация

+

Кожа, фасция, сухожилия

Гипотермия в жидких средах

+

Замораживание

+

Лиофилизация

+

Роговица, склера

Гипотермия в жидких средах

+

Гипотермия во влажной камере

+

Костный мозг, кровь

Гипотермия в жидких средах

+

Замораживание

+



Библиография: Актуальные проблемы пересадки органов, под ред. Ю. М. Лопухина, М., 19 78, библиогр.; Б ер П. Лекцш зоологии, пер. с франц., Спб., 1882; Заготовка, консервирование и стерилизация биологических тканей, под ред. М. В. Волкова, М., 1970; Клен Р. Заготовка и консервирование тканей, пер. с чешек., Прага, 1962, библиогр.; Консервирование и трансплантация тканей и органов, под ред. Г. Крыстинова, пер. с болг., т. 2, София, 1975; Ш у м а к о в В. И., Ш т e н-гольд E. III. и О н и щ e н ко Н. А. Консервация органов, М., 1975, библиогр. К. костного мозга — Л а в р и к С. С. Консервирование костного мозга, Киев, 1975, библиогр.; Низкотемпературное консервирование костного мозга, под ред. Е. Я. Панкова, Киев, 1976, библиогр.; Проблемы гематологии и трансфузиологии, под ред. О. К. Гаврилова, т. 1, с. 88, М., 1976; Федотенков А. Г., Данилова Л. А. и Алексеева Л. П. Влияние различных режимов замораживания на пролиферативную активность и дифференцировку родоначальных клеток костного мозга, Пробл, гематол, и перелив, крови, т. 16, J\c> 8, с. 21, 1971, библиогр.; Федотенков А. Г. и др. Новый метод заготовки трупного костного мозга, предназначенного для трансплантации, там же, т. 8, № 2, с. 28, 1963, библиогр.



Популярные статьи

Источник: Большая Медицинская Энциклопедия (БМЭ), под редакцией Петровского Б.В., 3-е издание